Заказать курсовые, контрольные, рефераты...
Образовательные работы на заказ. Недорого!

Клетки-сателлиты спинального ганглия L5 в условиях постравматической регенерации седалищного нерва крысы

Диссертация: Клетки-сателлиты спинального ганглия L5 в условиях постравматической регенерации седалищного нерва крысы
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Полученные результаты значимы для понимания механизмов функционирования системы «нейрон — клетка-сателлит» при травме периферического нерва. Количество и реакция клеток-сателлитов является надёжным критерием для выбора оптимальной тканеинженерпой конструкции для устранения дефекта нерва и стимулирования его регенерации. Полученные в работе данные о реакциях клеток-сателлитов в условиях деи… Читать ещё >

Содержание

  • СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ
  • 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 1. 1. Клетки-сателлиты чувствительных нейронов крысы
      • 1. 1. 1. Морфология и фенотипическая характеристика клеток-сателлитов и их взаимоотношения с нейронами спинального ганглия
      • 1. 1. 2. Пластичность клеток-сателлитов спинального ганглия после повреждения нерва
      • 1. 1. 3. Роль клеток-сателлитов в предотвращении гибели нейронов в ответ на действие повреждающего сигнала
    • 1. 2. Фенотипические характеристики и классификация нейронов спинального ганглия крыс
    • 1. 3. Влияние различных видов травмы седалищного нерва на выживание нейронов спинального ганглия крысы
    • 1. 4. Стимулирование регенерации путём преодоления дефекта нерва при помощи вставки в разрыв нерва различных кондуитов
      • 1. 4. 1. Биосовместимые и биодеградируемые материалы
      • 1. 4. 2. Биоструктуры для создания стенки кондуита
      • 1. 4. 3. Содержимое кондуита нерва как матрикс для роста регенерирующих нервных волокон
      • 1. 4. 4. Стимуляция постгравматической регенерации нерва путём тубуляции с эмбриональной нервной тканью
  • 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
    • 2. 1. Экспериментальные группы
    • 2. 2. Операции на седалищном нерве
    • 2. 3. Забор материала
    • 2. 4. Гистологические и микроскопические исследования
    • 2. 5. Морфометрия и статистическая обработка
  • 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
    • 3. 1. Структура клеток-сателлитов и их взаимоотношение с 50 чувствительными нейронами в интактных спинальных ганглиях
    • 3. 2. Клетки-сателлиты нейронов различных популяций в условиях 53 передавливания и перерезки седалищного нерва на 30 и 90 сутки после травмы
    • 3. 3. Клетки-сателлиты нейронов различных популяций в условиях 63 лигирования седалищного нерва на 30 и 90 сутки после травмы
    • 3. 4. Количество клеток-сателлитов и выживание нейронов различных 71 популяций при различных видах травмы нерва
    • 3. 5. Площадь перикарионов нейронов и клеток-сателлитов в условиях 73 регенерации нерва в условиях различных типов травмы седалищного нерва
    • 3. 6. Реакция клеток-сателлитов в условиях стимулирования 75 регенерации седалищного нерва путем тубуляции с эмбриональной нервной тканью
    • 3. 7. Реакция клеток-сателлитов на стимуляцию регенерации нерва, 78 путем тубуляции с карбоксиметилцеллюлозой
    • 3. 8. Количество клеток-сателлитов в условиях тубуляции 85 периферического нерва
    • 3. 9. Состояние тканевого матрикса в пространстве роста аксонов в 89 условиях тубуляции нерва
  • 4. ОБСУЖДЕНИЕ
    • 4. 1. Клетки-сателлиты чувствительных нейронов всех популяций 94 реагируют на травму нерва увеличением количества и структурными перестройками

    4.2 Постгравматические изменения в количестве клеток-сателлитов 100 различаются для чувствительных нейронов конкретных популяций и зависят от вида травмы афферентных проводников^ а также, могут быть связаны с различным количеством гибнущих нейронов, принадлежащих конкретным популяциям 43 Морфофункциональное состояние нейронов и клеток-сателлитов

    4.4 Реакция клеток-сателлитов на стимулирование регенерации 106 путём реконструкции тканевого матрикса при помощи тубуляции с карбоксиметилцеллюлозой

    4.5 Стимуляция регенерации нерва путём тубуляции с 107 эмбриональной нервной тканью

    ВЫВОДЫ

Клетки-сателлиты спинального ганглия L5 в условиях постравматической регенерации седалищного нерва крысы (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Одной из актуальных проблем в нейрохирургии является восстановление периферического нерва после различных повреждений. Для поиска новых эффективных подходов в пластике периферических нервов необходимы сведения о механизмах контроля выживания нейронов. Проведены многочисленные исследования по изучению эффектов травмы периферического нерва на нейроны спинальных ганглиев (Shmalbruch Н. et al., 1984; Melville S. et al., 1989; Groves M. et al., 1997; Hart A.M. et al., 2008). При этом роль клеток-сателлитов этих ганглиев в посттравматических процессах практически не изучена. Клетки-сателлиты окружают перикарионы чувствительных нейронов и по цитогенезу и фенотипическим признакам рассматриваются как аналоги шванновских клеток (Stewart Н. et al., 1995; Челышев Ю. А. и др., 2000). Клетки-сатсллиты поддерживают выживание и дифференцированное состояние чувствительных нейронов (Рагинов И.С. и др., 2000; Pannese Е. et al., 2003), но лежащие в основе этих процессов механизмы изучены недостаточно. Состояние клеток-сагеллитов, в свою очередь, контролируется чувствительными нейронами. В ответ на повреждающий сигнал в нейронах возрастает экспрессия ряда нейротрофических факторов (Shi Т. et al., 1998; Xian С. et al., 1999), а клетки-сателлиты начинают пролиферировать (Vega J. et al., 1989; RamerM. et al., 2000). Данные о механизмах функционирования системы «нейрон — клетка-сателлит» в условиях посттравматической регенерации немногочисленны. Нейроны спинального ганглия различаются по фенотипическим свойствам, функциональным характеристикам и цитогенезу (Lawson S. et al., 1992; PetruskaJ. et al., 2000). По морфофункциональным критериям различают три основные популяции нейронов: малые, средние и большие. При травме периферического отростка нейроны, принадлежащие различным популяциям, выживают в разной степени (Ramer М. et al., 2000; Tandrup Т. et al., 2000). Это даёт основание полагать, что поведение клеток-сателлитов чувствительных нейронов различной спецификации в ответ на нейротравму также будет различаться. Объём популяции гибнущих нейронов зависит от характера травмы нерва и различается при персдавливании, перерезке и лигировании (Swett J. et al., 1995; Рагинов И. С. и др., 2001). После передавливания нерва большинство нейронов спинальных ганглиев крысы выживает (Swett J. et al., 1995). После перерезки седалищного нерва в спинальных ганглиях по данным разных авторов гибнет 9−37% нейронов (Shmalbruch Н., 1984; Arvidsson J. et al., 1986). Лигирование седалищного нерва вызывает гибель 50% нейронов (Tandrup Т. et al., 2000). От степени выживания нейронов зависит успех дальнейшей регенерации нерва и восстановление утраченных функций. Реакции клеток-сателлитов, окружающих чувствительные нейроны конкретных фенотипов, при различных видах повреждений периферического нерва в литературе практически не освещены. В связи с этим представляется актуальным получение новых данных о структуре и количестве клеток-сателлитов чувствительных нейронов конкретных популяций в условиях различных видов травмы периферического нерва. Понимание сути структурно-функциональных перестроек в системе «нейрон — клетка-сателлит», происходящих после травмы, поможет оценить роль клеток-сателлитов в процессе нейрорегенерации. Сведения о взаимоотношениях в системе «нейрон — клетка-сателлит» при различных методах стимулирования регенерации седалищного нерва могут быть использованы в качестве критерия для выбора оптимальной тканеинженерной конструкции при формировании кондуита нерва. Для повышения эффективности регенерации периферического нерва разрабатываются кондуиты с использованием новых биосовместимых материалов, клеточных технологий, противоапоптозных молекул, нейротрофических факторов и фармакологических стимуляторов. Одним из наиболее мощных источников нейротрофических факторов является эмбриональная нервная ткань (Murakami Т. et al., 2003). Имплантация в разрыв седалищного перва кондуита, содержащего эмбриональный спинной мозг крысы на стадии Е14, сдерживает посттравматическую гибель чувствительных нейронов реципиента и стимулирует регенерацию нервных волокон (RaginovI.S. et al., 2007). Кроме биологических тканей, в качестве содержимого кондуитов используют синтетические биоматериалы. Вопрос о том, что эффективнее для роста аксонов и выживания нейронов, природные биоматериалы или синтетические биосовместимые материалы, активно дискутируется. Однако, как подобное стимулирование регенерации нерва проявляется на уровне клеток-сателлитов, остаётся неизученным. Данные о количестве и реакциях клеток-сателлитов, их взаимоотношениях с чувствительными нейронами спинального ганглия в условиях стимулирования постгравматической регенерации, помогут глубже понять механизмы функционирования этих клеток и их шел ад в процесс регенерации.

Научная новизна.

Впервые показаны различия в постгравматическом изменении структуры и количества клеток-сателлитов при передавливании, перерезке и лигировании нерва. Установлено, что степень увеличения количества клеток-сателлитов, соответствующих нейронам различных популяций, связана с выраженностью постгравматической гибели этих нейронов. Для более чувствительных к травме малых нейронов установлено максимальное увеличение численности клеток-сателлитов. Впервые на модели формирования кондуита нерва с эмбриональным спинным мозгом и биосовместимым гелем на основе карбоксиметилцеллюзы получены структурные и количественные характеристики поведения клеток-сателлитов. Установлено, что более выраженное увеличение количества клеток-сателлитов на ранних сроках после травмы обеспечивает наибольший уровень выживания чувствительных нейронов. Впервые охарактеризованы морфологические перестройки в клетках-сателлитах и усиление взаимодействий между ними и нейронами в условиях регенерации нерва при различных видах травмы, а также при формировании кондуита перва. Научно-практическая значимость.

Полученные результаты значимы для понимания механизмов функционирования системы «нейрон — клетка-сателлит» при травме периферического нерва. Количество и реакция клеток-сателлитов является надёжным критерием для выбора оптимальной тканеинженерпой конструкции для устранения дефекта нерва и стимулирования его регенерации. Полученные в работе данные о реакциях клеток-сателлитов в условиях деи регенерации чувствительных нервных волокон могут быть учтены в разработке новых методов нервной пластики для повышения эффективности регенерации периферического нерва.

Цель и задачи исследования

.

Цель работы — изучение реакции клеток-сателлитов и их взаимоотношений с чувствительными нейронами спинального ганглия в ходе постгравматической регенерации периферического нерва крысы.

В соответствии с целью были поставлены следующие задачи:

1. Провести сравнительный анализ количества и структуры клеток-сателлитов больших, средних и малых нейронов спинального ганглия L5 крысы в условиях передавливания, перерезки и лигирования седалищного нерва.

2. Оценить количество и структуру клеток-сателлитов спинального ганглия крысы в условиях преодоления диастаза нерва при помощи тубуляции с эмбриональным спинным мозгом.

3. Исследовать структурные особенности и количество клеток-сателлитов в условиях реконструкции тканевого матрикса в потенциальном пространстве роста регенерирующих нервных волокон с помощью тубуляции с биосовместимым материалом карбоксиметилцеллюлозой.

Положения, выносимые на защиту.

1. Изменения в количестве и структуре клеток-сателлитов спинального ганглия L5 различаются для популяций больших, средних и малых чувствительных нейронов при передавливании, перерезке и лигировании седалищного нерва и служат надёжным критерием для оценки эффективности его регенерации.

2. Реконструкция тканевого матрикса в потенциальном пространстве роста афферентных нервных волокон и нейротрофическое стимулирование их регенерации влияет на структуру и количество клеток-сателлитов, и их коммуникации с нейронами.

выводы.

Клетки-сателлиты чувствительных нейронов спинального ганглия L5 реагируют на травму седалищного нерва увеличением количества и структурными перестройками.

Посттравматические изменения в структуре и количестве клеток-сателлитов различаются для чувствительных нейронов конкретных популяций. Максимальное увеличение численности популяции клеток-сателлитов отмечено для более чувствительных к травме нерва малых нейронов.

Изменения в структуре и количестве клеток-сателлитов зависят от вида травмы периферического нерва. Максимально выраженное изменение структуры и увеличение количества клеток-сателлитов обнаружено при лигировании нерва? что сопровождается более массированной гибелью нейронов.

Перестройки структуры нейронов и их клеток-сателлитов свидетельствуют об активных коммуникациях между клетками спинального ганглия в условиях регенерации периферического нерва. Преодоление разрыва седалищного нерва путем тубуляции с эмбриональной нервной тканью характеризуется выраженным увеличением количества клеток-сателлитов на ранних сроках после операции и последующим увеличением выживания чувствительных нейронов.

При реконструкции тканевого матрикса в пространстве роста регенерирующих нервных волокон при помощи биосовместимого материала карбоксиметил целлюлозы уровень коммуникационных взаимодействий клеток-сателлитов с нейронами повышается и увеличивается выживание нейронов.

Состояние и количество клеток-сателлитов в спинальных ганглиях служит надежным критерием в оценке эффективности регенерации периферического нерва.

Показать весь текст

Список литературы

  1. , М.М. Морфологическая перестройка нейроглии в условиях усиленного функционирования нервных центров. /Александровская М.М., Бразовская Ф. А., Гейнисман Ю. А. и др. // Докл. АН СССР. — 1968. — Т. 180. — вып. 3. — с.719−725.
  2. , М.А. Микрохирургические реконструктивно-восстановительные операции при травматических повреждениях периферических нервов / М. А. Алиев, К. К. Ахметов, В. И. Ченцов, О. В. Горгоц // Вопросы нейрохирургии им. Бурденко 1989. — № 6. — с. 15−16.
  3. , К. А. Хирургическое лечение повреждений нервов / К. А. Григорович // Медицина. — 1981. — с. 154−157.
  4. , А.В. Нейрохирургическая практика при различных повреждениях нервного волокна / А. В. Гришин // Вопросы нейрохирургии им. Бурденко. — 1993.-№ 4.-с. 128−135.
  5. , И.Л. Структурные основы пластичности спинномозгового узла при его аутопластике в спинной мозг / Ермолин, И.Л. // Нижегородский мед. журналю 2004. — № 4. — с. 30−35.
  6. , И.С. Влияние ксимедона на посттравматическое выживание чувствительных нейронов / Рагинов И. С., Челышев Ю. А. // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. — 2000. Т. 129. — № 3. — с. 256 259.
  7. И.С. Посттравматическое выживание чувствительных нейронов различных субпопуляций / И. С. Рагинов, Ю. А. Челышев // Морфология. — 2003. Т. 124. — № 4. — с. 47−50.
  8. , А.И. Глия и ее роль в нервной деятельности. / Ройтбак А. И // СПб.:.Наука.- 1993.-351 с.
  9. , Ю.А. Факторы поддержания регенерации периферических нервов / Челышев Ю. А. // Успехи физиологических наук. 1995. — Т.26. — с.57−77.
  10. , Ю.А. Развитие, фенотипическая характеристика и коммуникации шванновских клеток / Ю. А. Челышев, К. И. Сайткулов // Успехи физиологических наук. 2000. — Т. 31. — с. 54−69.
  11. , Ю.А. Экспериментальное обоснование применения кондуитов нерва. / Ю. А. Челышев, А. А. Богов // Неврологический вестник (журнал им. В.М.Бехтерева) 2008. — Т. 40. — № 4. — с. 101−109.
  12. , Е.И. Имплантация эмбриональных закладок неокортекса и спинного мозга в поврежденный седалищный нерв взрослой крысы / Е. И. Чумасов // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. — 1990.-Т. 121. № 8.-с. 198−201.
  13. , Ю.В. Генетика / Шидловский Ю. В., Набирочкина Е. Н. // Наука-2005.-Т. 41.-№ 7.-с. 884−892.
  14. , В.Н. Тканевые клеточные системы основа медицинских клеточных технологий нового поколения: контуры идеологии / Ярыгин В. Н. // Вестник рос. Акад. Мед. Наук. — 2004. — Т. 9. — с. 12−19.
  15. Acheson, A. A BDNF autocrine loop in adult sensory neurons prevents cell death. / Acheson A., Conover J., Fandl J., DeChiara T. // Nature. 1995. — Vol. 374.-P. 450−453.
  16. Ahmed, Z. Nerve growth factor enhances peripheral nerve regeneration in non-human primates / Z. Ahmed, R.A.Brown, C. Wiberg, G. Terenghi // Plast. Reconstr. Surg. Hand Surg. 1999. — Vol. 33. — P. 393−401.
  17. Membrane potential oscillations in dorsal root ganglion neurons: role in normal electrogenesis and neuropathic pain / RJ. Amir, M. Michaelis, M. Devor // Neurosci.- 1999-Vol. 19-№ 19-P. 8589−8596.
  18. Arvidsson, J. A quantitative study of the effects of neonatal capsaicin treatment and of subsequent peripheral nerve transection in the adult rat / Arvidsson J., Ygge J. //Brain Res. 1986. — Vol. 5397 -№ 1. — P. 130−136.
  19. Averill, S. Immunocytochemical localization of trkA receptors in chemically identified subgroups of adult rat sensory neurons / Averill S., McMahon S., Clary D. et al. // Eur. J. Neurosci. -1995. Vol. 7. — P. 1484−1494.
  20. Baez, J.C. Embryonic cerebral cortex cells retain CNS phenotypes after transplantation into peripheral nerve / J.C. Baez, S. Gajavelli, C.K. Thomas, R.M. Grumbles, B. Aparicio, D. Byer, P. Tsoulfas // Exp. Neurol. 2004. — Vol. 189.-№ 2.-P. 422−425.
  21. Bakshi, A. Mechanically engineered hydrogel scaffolds for axonal growth and angiogenesis after transplantation in spinal cord injury / A. Bakshi, O. Fisher, T. Dagci, B.T. Himes, I. Fischer, A. Lowman // Neurosurg. Spine 2004. — Vol. 1 -P. 322−329.
  22. Bisby, M.A. Dependence of GAP43 (B50, Fl) transport on axonal regeneration in rat dorsal root ganglion neurons / M.A. Bisby // Brain Res. — 1988. — Vol. 16. -№ 1.-P. 157−161.
  23. Brandt, K. The effects of cisplatinum and vincristine on peripheral nerve regeneration. / K. Brandt, G.R. Evans, M. Johnson, A. Giirlek, R. Lohman, A.
  24. Nabawi, J. Williams, J. Hodges, C.W. Patrick // Plast. Reconstr. Surg. 1999 -Vol. 104.-P. 464−469.
  25. Bradbury, E.J. The expression of P2X3 purinoreceptors in sensoiy neurons: effects of axotomy and glial-derived neurotrophic factor. / E.J. Bradbury, G. Burnstock, S.B. McMahon //Mol Cell Neurosci. 1998. — Vol. 12 — № 4−5 -P. 256−268.
  26. Bunting, S. Bioresorbable glass fibres facilitate peripheral nerve regeneration / S. Bunting, L. Di Silvio, S. Deb, S. Hall, J. Hand Surg // J. Hand Surg. 2005. -Vol. 30. — № 3. — P. 242−247.
  27. Bursch, W. Cell death by apoptosis and its protective role against disease. / W. Bursch, F. Oberhammer, R. Schulte-Hermann // Trends Pharmacol. Sci. — 1992. — Vol. 13.-P. 245−251.
  28. Campana, W.M. Identification of PINCH in Schwann cells and DRG neurons: shuttling and signaling after nerve injury / W. M Campana ., R.R. Myers, A. Rearden // Glia. 2003. — Vol. 41 — P. 213−223.
  29. Cardenas M. Molecular mechanisms of immunosuppression by cyclosporine, FK506, and rapamycin / M. Cardenas, D. Zhu, J. Heitman // Curr. Opin. Nephrol. Hypertens. 1995. — Vol. 4. — № 6. — P. 472−477.
  30. Ceballos, D. Morphometric and ultrastructural changes with ageing in mouse peripheral nerve / D J. Ceballos, E. Cuadras, X. Verdu, Navarro // J. Anat. 1999. -Vol. 195.-P. 563−576.
  31. Cece, R. Ultrastructural aspects of DRG satellite cell involvement in experimental cisplatin neuronopathy / R. Cece, M.G. Petruccioli, G. Pizzini, G. Cavaletti, G. Tredici // J Submicrosc Cytol Pathol. 1995. — Vol.27. — № 4. — P. 417−425.
  32. Chalfoun, С. T. Tissue engineered nerve constructs: where do we stand? / G. A. Wirth, G. R. D. Evans // J. Cell. Mol. Med. 2006 — Vol. 10 — № 2 — P. 309−317.
  33. Chen, С. A P2X purinoceptor expressed by a subset of sensory neurons /Chen C., Akopian A., Sivilotti L., Colquhoun D., Burnstock G., Wood J. // Nature. 1995. -Vol. 377.-P. 428−431.
  34. Chen, Z.Y. Glial cell line-derived neurotrophic factor enhances axonal regeneration following sciatic nerve transection in adult rats / Y.F.Chai, L. Cao, C.L. Lu, C. He // Brain Res. 2001. — Vol. 1. — № 902. — P. 272−276.
  35. Chen, H.H. The use of collagen polymer tube and fibrin clot in peripheral nerve repair / H.H. Chen, H.M. Liu // Proc. Natl. Sci. Counc. Repub. China B. 1994. -Vol. 18.-P. 58−63.
  36. Cherkas, P. S. The effects of axotomy on neurons and satellite glial cells in mouse trigeminal ganglion / P. S. Cherkas, T.Y. Huang, T. Pannicke, M. Tal, A. Reichenbach, M. Hanani // Pain. 2004. — Vol. 110. — № 1−2. — P. 290−298.
  37. Chessell, I.P. Disruption of the P2X7 purinoceptor gene abolishes chronic inflammatory and neuropathic pain / I.P. Chessell., J.P. Hatcher, C. Bountra, A.D. Michel // Pain. 2005. — Vol. 114. — № 3. — P. 386−396.
  38. Chiang, H. Reinnervation of muscular targets by nerve regeneration through guidance conduits / Hou-Yu Chiang, H. Chien, H. Shen, J. Yang, Y. Chen, J. Chen, S. Hsieh // J. Neuropathol Exp Neurol. 2005. — Vol. 64. — P. 576−587.
  39. Choi, B.H. Autologous fibrin glue in peripheral nerve regeneration in vivo / B.H. Choi, S.G. Han, S.II. Kim, S. J Zhu, J.Y. Huh, J.H. Jung, S.H. Lee, Kim B.Y.// Microsurgery. 2005. — Vol. 25. — P. 495−499.
  40. Chopra B. Cyclooxygenase-1 is a marker for a subpopulation of putative nociceptive neurons in rat dorsal root ganglia / B. Chopra, S. Giblett, J. Little // Eur. J. Neurosci. 2000. — Vol. 12. — P. 3911−3920.
  41. Clavijo-Alvarez, J.A. Comparison of biodegradable conduits within aged rat sciatic nerve defects / J.A. Clavijo-Alvarez, V.T.Nguyen, L.Y. Santiago, J.S. Doctor, W.P. Lee, K.G. Marra // Plast. Reconstr. Surg. 2007. — Vol. 119. — P. 1839−1851.
  42. Colomar, A. The immune status of Schwann cells: what is the role of the P2X7 receptor? / Colomar A, Marty V., Combe C., Medina C., Pamet P.J. // Soc Biol. -2003.-Vol. 197.-№ 2.-P. 113−122.
  43. Corsetti, G. Ultrastractural study of the alterations in spinal ganglion cells of rats chronically fed on ethanol / Corsetti G., Rezzani R., Rodella L., Bianchi R. // Ultrastruct. Pathol. 1998. — Vol. 22. — № 4. -P. 309−319
  44. Cuevas, P. Peripheral nerve regeneration by bone marrow stromal cells /Р. Cuevas, F. Carceller, M. Dujovny, I. Garcia-Gomerz, B. Cuevas, R. Gonzar-lez-Corrochano, D. Gonzarlez, D. Reimers // NeurolRes. — 2002. — Vol. 24. — P. 634−638.
  45. Dahlin, L.B., Tissue response to silicone tubes used to repair human median and ulnar nerves / L.B. Dahlin, L. Anagnostaki, G. Lundborg // Scand. J. Plast. Reconstr. Surg. Hand Surg. 2001. — Vol. 35.-P. 29−34.
  46. Damodaram, S Tonabersat inhibits trigeminal ganglion neuronal-satellite glial cell signaling / S. Damodaram, S. Thalakoti, S.E. Freeman, F.G. Garrett, P.L. // Headache. 2009. — Vol. 49. — № 1. — P. 5−20.
  47. Dezawa, M. Sciatic nerve regeneration in rats induced by transplantation of in vitro differentiated bone-marrow stromal cells / M. Dezawa, I. Takahashi, M. Esaki, M. Takano, H. Sawada // Eur. J. Neurosci 2001. — Vol. 14. — P. 17 711 776.
  48. Dublin, P. Satellite glial cells in sensory ganglia: their possible contribution to inflammatory pain / Dublin P., Hanani M. // Brain Behav. Immun. 2007. — Vol. 21.-№ 5.-P. 592−598.
  49. Ekstrom, P. Neurones and glial cells of the mouse sciatic nerve undergo apoptosis after injury in vivo and in vitro / P. Ekstrom // Neuroreport. 1995. — Vol. 9.-P. 1029−1032.
  50. English, A.W. Enhancing axon regeneration in peripheral nerves also increases functionally inappropriate reinnervation of targets / A.W. English // Сотр. Neurol. 2005 — Vol. 3. — P. 427−441.
  51. Farinas I. Severe sensory and sympathetic deficits in mice lacking neurotrophin-3 /1. Farinas et al. // Nature. 1994. — Vol. 369. — P. 658−661.
  52. Friede, R.L. Responses of thymidine labeling of nuclei in gray matter and nerve following sciatic transection / R.L.Friede, M.A. Johnstone // Acta Neuropathol -1967.-Vol. 7.-P. 218−231.
  53. Garrett, F.G. Differential expression of connexins in trigeminal ganglion neurons and satellite glial cells in response to chronic or acute joint inflammation / F.G. Garrett, P.L. Durham. // Neuron Glia-Biol. 2009. — Vol. 13. — P. 1−12.
  54. Gill, J.S. Paracrine production of nerve growth factor during rat dorsal root ganglion development / J.S. Gill, A.J. Windebank // Neurosci Lett. 1998. -Vol. 251.-№ 3.-P. 149−152.
  55. Goldberg, J. The relationship between neuronal survival and regeneration / J. Goldberg, B. Barres // Annu. Rev. Neurosci. 2000. — Vol. 23. — P. 579−612.
  56. Gosk, J. The use of the fibrin glue in the peripheral nerves reconstructions / J. Gosk, M. Knakiewicz, R. Wiacek, P. Reichert // Polim. Med. 2006. — Vol. 36. -P. 11−15.
  57. Groves, M. Axotomy-induced apoptosis in adult rat primary sensory neurons / M. Groves, T. Christopherson, B. Giometto, F. Scaravilli // J. Neurocytol. 1997. -Vol. 26.-P. 615−624.
  58. Grumbles, R.M. Neurotrophic factors improve motoneuron survival and function of muscle reinnervated by embryonic neurons / R.M. Grumbles, S. Sesodia, P.M. Wood, C.K. Thomas // J Neuropathol Exp Neurol. 2009. — Vol. 68. — № 7. — P. 736−746
  59. Hammarberg, H. GDNF mRNA in Schwann cells and DRG satellite cells after chronic sciatic nerve injury / Hammarberg H., Piehl F., Cullheim S., Fjell J., Hokfelt Т., Fried K. // Neuroreport. 1996. — Vol. 7. — P. 857−860.
  60. Hanani, M. Glial cell plasticity in sensory ganglia induced by nerve damage / M. Hanani ., T.Y. Huang, P. S. Cherkas, M. Ledda, E. Pannese // Neuroscience. -2002. Vol. 114. — № 2. — P. 279−283.
  61. Hanani, M. Satellite glial cells in sensory ganglia: from form to function / M. Hanani // Brain Res. Rev. 2005. — Vol. 48. — № 3. — P. 457−476.
  62. Haro, J. Immunohistochemical study of sensory nerve formations in human glabrous skin / J. Haro, J. Vega, M. Del Valle, B. Calzada, D. Zaccheo, L. Malinovsky // European J. Morphology. 1991. — Vol. 29. — № 4. — P. 271−284.
  63. Hart, A.M. Terenghi G, Wiberg M. Neuronal death after peripheral nerve injury and experimental strategies for neuroprotection. / A.M. Hart, Terenghi G, Wiberg M.//Neurol Res. 2008. — Vol. 30.-№ 10.-P. 999−1011.
  64. He, M.L. Role of nucleotide P2 receptors in calcium signaling and prolactin release in pituitary lactotrophs / He M.L., Gonzalez-lglesias A.E., Stojilkovic S.S. // J Biol Chem. 2003. — Vol. 278. — № 47. — P. 46 270−46 277.
  65. Heine, W. Transplanted neural stem cells promote axonal regeneration through chronically denervated peripheral nerves / W. Heine, K. Conant., J.W.Griffin // Exp.Neurol. 2004. — Vol. 189. — № 2. — P. 231−240.
  66. Hide, I. Extracellular ATP triggers tumor necrosis factor-alpha release from rat microglia / I. Hide, M. Tanalca, A. Inoue et al. // J Neurochem. 2000. — Vol. 75. -№ 3. — P. 965−972.
  67. Hollins, В. Heterologous expression of a P2x-Purinoceptor in rat chromaffin cells detects vesicular ATP release / Hollins B, Ikeda SR // J Neurophysiol. 1997. -Vol. 78.-P. 3069−3076.
  68. Hood, B. Transplantation of autologous Schwann cells for the repair of segmental peripheral nerve defects / B. Hood, H.B. Levene, A.D. Levi // Neurosurg Focus. 2009. — Vol. 26. — № 2. — P. 4.
  69. Huai-Zhen, R. Localization of P2X and P2Y receptors in Dorsal Root Ganglion of the cat / Huai-Zhen R., Lori В., William C. et al. // J. Histochem. End Citochem.-2005.-Vol. 53.-№ 10.-P. 1273−1282.
  70. Huang, T. Morphological and electrophysiological changes in mouse dorsal root ganglia after partial colonic obstruction / T. Huang, M. Hanani // Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 2005. — Vol. 289 — P. 670−678.
  71. Huang, T.Y. Aging is associated with an increase in dye coupling and in gap junction number in satellite glial cells of murine dorsal root ganglia / T.Y. Huang, M. Hanani, Ledda M.De. et al. // Neuroscience. 2006. — Vol. 137. -№ 4.-P. 1185−1192.
  72. Ibragimov Sh. L, Ogleznev K.Ya., Khalikov V.A. // In Book: Abstracts 9th European Congress of Neurosurgery. — Moscow. — 1991. — P. 271.
  73. Inoue, K. ATP receptors in pain sensation: Involvement of spinal microglia and P2X (4) receptors. / K. Inoue, M. Tsuda, S. Koizumi // Purinergic Signal. 2005. -Vol.1.-№ 2.-P. 95−100.
  74. Inoue, K. ATP receptors in the pain signaling: glial contribution in neuropathic pain. In: Interaction Between Neurons and Glia in Aging and Disease / K. Inoue // Springer Science. 2007. — P. 464−477.
  75. Jo, Y.H. Coordinate Release of ATP and GAB A at In Vitro Synapses of Lateral Hypothalamic Neurons / Y.H. Jo, L.W. Role // J Neurosci Vol. 200 222.1. Р.4794−4804.
  76. Jubran, M. Repair of peripheral nerve transections with fibrin sealant containing neurotrophic factors / M. Jubran, J. Widenfalk // Exp. Neurol. — 2003 Vol. 181. — P. 204−212.
  77. Kameda, Y. Immunoelectron microscopic localization of vimentin in sustentacular cells of the carotid body and the adrenal medulla of guinea pigs / Y. Kameda // J. Histochem. Cytochem. 1996. — Vol. 44. — № 12.- - P. 1439−1449.
  78. Kawasaki, Y. Distinct roles of matrix metalloproteases in the early- and late-phase development of neuropathic pain / Y. Kawasaki, Z.Z. Xu, X. Wang, J.Y. Park, et al. // Nat Med. -'2008. Vol. 14. — № 3. — P. 331−336.
  79. Kelleher, M. The use of conventional and invaginated autologous vein grafts for nerve repair by means of entubulation / M. Kelleher, R. Al Abri, M. Eleuterio et al. //Br. J. Plast. Surg. 2001. — Vol. 54.-№l.-P. 53−57.
  80. Kishi M. Morphometry of dorsal root ganglion in chronic experimental diabetic neuropathy / M. Kishi // Diabetes. 2002. — Vol.51. — P.819−824.
  81. Kobayashi, S. Development of unmyelinated fibers in peripheral nerve an immunohistochemical and electronmicroscopic study / S. Kobayashi, K. Suzuki // Brain Dev 1990. — Vol. 12. — № 2. — P. 237−246.
  82. Langone, F. Peripheral nerve repair using a poly (organo)phosphazene tubular prosthesis /F. Langone, S. Lora, F. Veronese, P. Caliceti, P. Parnigotto, F. Valenti, G. Palma // Biomaterials. 1995. — Vol. 16. — № 5. — P. 347−353.
  83. Lawson, S. Morphological and biochemical cell types of sensory neurons / S. Lawson // New York, Oxford Univ. Press. 1992. — P. 27−59.
  84. Ledda, M. Augmentation in gap junction-mediated cell coupling in dorsal root ganglia following sciatic nerve neuritis in the mouse /Ledda M, Blum E, De Palo S, Hanani M //Neuroscience. 2009. — Vol. 164. -№ 4. — P. 1538−1545.
  85. Lekan, H. Loss of dorsal root ganglion cells concomitant with dorsal root axon sprouting following segmental nerve lesions / H. Lekan, K. Chung, Y. Yoon, J. Chung, R. Coggeshall //Neuroscience. 1997. — Vol. 81. — P. 527−534.
  86. Lee, S. Expression of nerve growth factor in the dorsal root ganglion after peripheral nerve injury / S. Lee, H. Shen, G. Taglialatela, J. Chung, K. Chung // Brain. Res. 1998. — Vol. 796. — P. 99−106.
  87. Lewis, C. Coexpression of P2X2 and P2X3 receptor subunits can account for ATP-gated currents in sensory neurons / C. Lewis, S. Neidhart, C. Holy, R. North, G. Buell, A. Surprenant // Nature. 1995. — Vol. 377. — P. 432−435.
  88. Li C. Distinct ATP-activated currents in different types of neurons dissociated from rat dorsal root ganglion / C. Li et al. // Neurosci. Lett. 1999. — Vol. 263, — № 1. — P. 57−60.
  89. Liebl D. Loss of brain-derived neurotrophic factor-dependent neural crest-derived sensory neurons in neurotrophin-4 mutant mice / D. Liebl et al. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2000. — Vol. 97. — P. 2297−2302.
  90. Lo, A. Ciliary neurotrophic factor promotes the survival of spinal sensory neurons following axotomy but not during the period of programmed cell death / A. Lo, L. Li, ROppenheim, et al. // Exp. Neurol. 1995. — Vol. 134. — № 1. — P. 49−55.
  91. Liu, W. The occurrence of nitric oxide synthase-containing axonal baskets surrounding large neurons in rat dorsal root ganglia after sciatic nerve ligation / W. Liu, K. Hirata, M. Kawabuchi // Arch Histol Cytol. 2005. — Vol. 68. — № 1. -P. 29−40.
  92. Lu, X. Inflammation near the nerve cell body enhances axonal regeneration / X. Lu, P.M. Richardson // J Neurosci. 1991 — Vol. 11 — № 4 — P. 972−978.
  93. Lu, P. BDNF-expressing marrow stromal cells support extensive axonal growth at sites of spinal cord injury / P. Lu, L.L. Jones, M.H. Tuszynski // Exp. Neurol. — 2005.-Vol. 191.- № 2. -P. 344−360.
  94. Ma, Q. Vanilloid receptor homologue, VRL1, is expressed by both A- and C-fiber sensory neurons / Q. Ma // Neuroreport. 2001. — Vol. 2. — № 17. — P. 36 933 695.
  95. Ueda, Т. Nakamura, К. Endo, Y. Shimizu // Brain Res. 2000. — Vol. 868. -P. 315−328.
  96. McKay, II.A. Primary sensory neurons and satellite cells after peripheral axotomy in the adult rat: timecourse of cell death and elimination / H.A. McKay, T. Brannstrom, M. Wiberg et al. // Exp. Brain. Res. 2002. -Vol. 42.-P. 308−318.
  97. McMahon S. Expression and coexpression of Trk receptors in subpopulations of adult primary sensory neurons projecting to identified peripheral targets / S. McMahon, et al. // Neuron. 1994.-Vol. 12. — P. 1161−1171.
  98. Melville, S. Preservation of transected nerve in an impermeable tube / S. Melville, T. Sherburn, R. Coggeshall // Exp. Neurol. 1989. — Vol. 105. — P. 311 315.
  99. Miao, P. Axotomy-induced up-regulation of tumor necrosis factor-alpha in the dorsal root ganglia / P. Miao, K. Madec, Y. Gong, H. Shen, D. Eisenstat et al. // Neurol Res. 2008. — Vol. 30. — № 6. — P. 623−631.
  100. Millesi, H. The interfascicular nerve grafting of the median and ulnar nerves / H. Millesi, G. Meissl, A. Berger// Bone and Joint Surg. 1972. — Vol. 54a. -№ 4. — P. 727−750.
  101. Miyagi, M. Up-regulation of TNFalpha in DRG satellite cells following lumbar facet joint injury in rats / M. Miyagi, S. Ohtori, T. Ishikawa, Y. Aoki // Eur Spine J. 2006. — Vol. 29. — P. 953−958.
  102. Molliver, D.C. IB4 binding DRG neurons switch from NGF to GDNF dependence in early postnatal life / D.C. Molliver, D.E. Wright, M.L. Leitner // Neuron 1997.-Vol. 19.-№ 4.-P. 4849−4861.
  103. Morrison, S.J. Prospective identification, isolation by flow cytometry, and in vivo self-renewal of multipotent mammalian neural crest stem cells / S.J. Morrison,
  104. P.M. White, С. Zock, D.J. Anderson// Cell. 1999. — Vol. 96. — № 5. — P. 737 749.
  105. Mu X. Neurotrophin receptor genes are expressed in distinct patterns in developing dorsal root ganglia / X. Mu // J. Neurosci. 1993. — Vol. 13. — P. 4029−4041.
  106. Murinson, B. C-fiber (Remak) bundles contain both isolectin B4-binding and calcitonin gene-related peptide-positive axons / B. Murinson // J. Сотр. Neurol. 2005. — Vol. 484. — № 4. — P. 392−402.
  107. Murphy, A. Bcl-2 potentiates the maximal calcium uptake capacity of neural cell mitochondria / A. Murphy, D. Bredesen, G. Cortopassi, E. Wang, G. Fiskum // PNAS of the United States of America. 1996. — Vol. 93. — P. 9893−9898.
  108. Murakami, T. Transplanted neuronal progenitor cells in a peripheral nerve gap promote nerve repair / T. Murakami, Y. Fujimoto, Y. Yasunaga. et al. // Brain Research. 2003. — Vol. 974. — P. 17−24.
  109. Nakayama, K. Enhancement of peripheral nerve regeneration using bioabsorbable polymer tubes packed with fibrin gel / K. Nakayama, K. Takakuda, Y. Koyama S. Itoh, W. Wang, T. Mukai, N. Shirahama // Artificial Organs. -2007.-Vol. 31.-P. 500−508.
  110. Neuberger, T. Transient modulation of Schwann cell antigens after peripheral nerve transection and subsequent regeneration / T. Neuberger, C. Cornbrooks // J. Neurocytol.- 1989.-Vol. 18.-P. 695−710.
  111. Nogradi, A. Transplantation of embryonic neurones to replace missing spinal motoneurones / A. Nogradi, A. Szabo // Restor Neurol Neurosci. — 2008. -Vol.26. № 2−3. — P. 215−223.
  112. Ohtori, S. TNF-alpha and TNF-alpha receptor type 1 upregulation in glia and neurons after peripheral nerve injury: studies in murine DRG and spinal cord / S. Ohtori ., K. Takahashi ., H. Moriya ., R. Myers // Spine. 2004. — Vol. 29. -№ 10-P. 1082−1088.
  113. Pankratov, Y. Quantal release of ATP in mouse cortex / Y. Pankratov, U. Lalo, A. Verkhratsky, R. A. North // Pflugers. 2006. — Vol. 452. — P. 589−597.
  114. Pannese, E. Number and structure of perisomatic satellite cells of spinal ganglia under normal conditions orhuring axon regeneration and neuronal hypertrophy / Pannese E. // Z.Zellforsch. 1964. — Vol. 63. — P. 568−592.
  115. Pannese, E. The satellite cells of the sensory ganglia / E. Pannese // Adv Anat Embryol Cell Biol. 1981. — Vol. 65.-P. 1−111.
  116. Pannese, E. Age-related reduction of the satellite cell sheath around spinal ganglion neurons in the rabbit / E. Pannese, P. Procacci, M. Ledda, V. Conte // J. Neurocytol. 1996. — Vol. 25. — № 2. — P. 137−146.
  117. Pannese E. Perikaryal surface specializations of neurons in sensory ganglia / E. Pannese // Int Rev Cytol. 2002.- Vol. 220. — P. 1−34.
  118. Pannese, E. Ultrastructural localization of NGF receptors in satellite cells of the rat spinal ganglia / E. Pannese, P. Procacci // J Neurocytol. 2002. — Vol. 31.-№ 8−9.-P. 755−763.
  119. Perry, V. Macrophage responses to central and peripheral nerve injury. / V. Perry, M. Brown, P. Andersson // Adv. Neurol. 1993. — Vol. 59. — P. 309−314.
  120. McQuarrie, I.G. Retardation in the slow axonal transport of cytoskeletal elements during maturation and aging / I.G. McQuarrie, Brady ST, Lasek RJ // Neurobiol Aging. 1989.-Vol. 10.-№ 4.-P. 359−365.
  121. Pittier, R. Neurite extension and in vitro myelination within three-dimensional modified fibrin matrices / R. Pittier, F. Sauthier, J.A. Hubbell, H. Hall // J. Neurobiol. 2005. — Vol. 63. — P. 1−14.
  122. Raginov, I. Embryonic tissues allotransplanted to transected sciatik nerve in the rat. / Raginov I., Fomina G., Masgutov R. et al. // 2nd congress of International society Reconstructive Neurosurgery. — Taivan. — 2007. P. 210.
  123. Raisman, G. Glia, neurons, and plasticity / G. Raisman // Ann N Y Acad Sci. — 1991.-Vol.633.-P. 209−213.
  124. Ramer, M. Functional regeneration of sensory axons into adult spinal cord / M. Ramer, J. Priestley, S. McMahon // Nature. 2000. — Vol. 403. — P. 312−316.
  125. Richardson, P.M. Influence of nerve growth factor on neurofilament gene expression in mature primary sensory neurons / P.M. Richardson, Verge V.M., Tetzlaff W., Bisby M.A. // J Neurosci. 1990. — Vol. 10. — № 6. — P. 2018−2025.
  126. Rossiter, J. Axotomy-induced apoptotic death of neonatal rat facial motoneurons: time course analysis and relation to NADPH-Diaphorase activity / J. Rossiter, R. Riopelle, M. Bisby // Exp. Neurol. 1996. — Vol. 138. — P. 33−44.
  127. Sakai, Y. Prevention and treatment of amputation neuroma by an atelocollagen tube in rat sciatic nerves / Y. Sakai, M. Ochi, Y. Uchio, K. Ryoke, S. Yamamoto // Biomed. Mater. Res. Part B: Appl. Biomater. 2005. — Vol. 73B. — P. 355−360.
  128. Scaravilli, F. Macrophages in human sensory ganglia: an immunohistochemical and ultrastructural study / F. Scaravilli, B. Giometto, L. Chimelli, E. Sinclair // J. Neurocytol.- 1991.-Vol. 20.-P. 609−624.
  129. Shen, H. Expression of neurotrophin mRNAs in the dorsal root ganglion after spinal nerve injury / H. Shen., J. Chung., K. Chung // Brain. Res. Mol. 1999. -Vol. 64.-P. 186−192.
  130. Shi, T. Effect of peripheral nerve injury on cGMP and nitric oxide synthase levels in rat dorsal root ganglia: time course and coexistence / T. Shi., K. Holmberg, Z. Xu., H. Steinbusch, J. de Vente, T. Hokfelt // Pain. 1998. — Vol. 78 — P. 171−180.
  131. Shinder, V. Structural basis of sympathetic-sensory coupling in rat and human dorsal root ganglia following peripheral nerve injury. / V. Shinder, C. Govrin-Lippmann, S. Cohen et al. // Journal of Neurocytology. 1999. — Vol. 28. — P. 743−761
  132. Silverman J. Selective neuronal glycoconjugate expression in sensory and autonomic ganglia: relation of lectin reactivity to peptide and enzyme markers / J. Silverman, L. Kruger//J. Neurocytol. 1990. — Vol. 19.-P. 789−801.
  133. Schmalbruch, H. Motoneuron death after sciatic nerve section in newborn rats. / H. Schmalbruch // J. Сотр. Neurol. 1984. — Vol. 224. — P. 252−258.
  134. Schwabegger, A. Fetal spinal-cord allograft as a substitute for peripheral-nerve reconstruction: a preliminary experimental and histologic study / A. Schwabegger, H. Hussl // Reconstr. Microsurg. 2001. — Vol. 17. — № 1. -P. 45−50.
  135. Smith, M.L. On the presence of mononuclearleucocytes in dorsal root ganglia following transection of the sciatic nerve / M.L. Smith, E.K. Adrian // Anat Ret.- 1971.-Vol. 172.-P. 581−588.
  136. Sterne, G.D. Neurotrophin-3 delivered locally via fibronectin mats enhances peripheral nerve regeneration / G.D. Sterne, R.A.Brown, C.J. Green, G. Terenghi // Eur. J. Neurosci. 1997. — Vol. 9. — P. 1388−1396.
  137. Suadicani, S.O. P2X7 receptors mediate ATP release and amplification of astrocytic intercellular Ca2+ signaling / S.O. Suadicani, C.F. Brosnan, E. Scemes // J Neurosci. -2006. Vol. 26. — № 5. — P. 1378−1385.
  138. Sundback, C.A. Biocompatibility analysis of poly (glycerol sebacate) as a nerve guide material / C.A.Sundback, J.Y. Shyu, Y. Wangb, W.C. Faquin, R.S. Langer, J.P. Vacanti, T.A. Hadlock // Biomaterials. 2005. — Vol. 26. — P. 5454−5464.
  139. Suzuki, T. Production and release of neuroprotective tumor necrosis factor by P2X7 receptor-activated microglia / T. Suzuki, I. Hide, K. Ido, S. Kohsaka, K. Inoue, Y. Nakata // J Neurosci. 2004. — Vol. 24. — № 1. — P. 1−7.
  140. Swett J. Most dorsal root ganglion neurons of the adult rat survive nerve crush injury / J. Swett, C. Hong, P. Miller // Somatosens. Motor Res. 1995. — Vol. 12, -№ 3−4.-P. 177−189.
  141. Takeda, M. Contribution of the activation of satellite glia in sensory ganglia topathological pain / M. Takeda, M. Takahashi, S. Matsumoto // Neurosci Biobehav Rev. 2009. — Vol. 3. — № 6. — P. 784−792.
  142. Taylor, S.J. Delivery of neurotrophin-3 from fibrin enhances neuronal fiber sprouting after spinal cord injury / S.J. Taylor, E.S. Rosenzweig, J.W. McDonald, S.E. Sakiyama-Elbert // Control Release. 2006. — Vol. 113. — P. 226−235.
  143. Tandrup T. Delayed loss of small dorsal root ganglion cells after transection of the rat sciatic nerve / T. Tandrup, C. Woolf, R. Coggeshall // J. Сотр. Neurol. -2000. Vol.422. — P. 172−180.
  144. Thippeswamy, T. Bax and caspases are inhibited by endogenous nitric oxide in dorsal root ganglion neurons in vitro / T. Thippeswamy., J.S. McKay, R. Morris //Eur. J. Neurosci.-2001. Vol.14. -№ 8.-P. 1229−1236.
  145. Thippeswamy, T. Nitric oxide-NGF mediated PPTA/SP, ADNP, and VIP expression in the peripheral nervous system / T. Thippeswamy, M.R. Howard, A.S. Cosgrave, D.K. Arora, J.S. McKay, J.P. Quinn // J Mol Neurosci. 2007.- Vol. 33. № 3. — P. 268−277.
  146. Tohill, M. Rat bone marrow mesenchymal stem cells express glial markers and stimulate nerve regeneration / M. Tohill, C. Mantovani, M. Wiberg, G. Terenghi // Neuroscience Letters. 2004. — Vol. 362. — P. 200−203.
  147. Vega, J. Expression of cytoskeletal proteins in glial cells of dorsal root ganglia / J. Vega, C. Rodriguez, M. Medina, M. del Valle-Soto, L. Hernandez // Cell Mol. Biol. 1989. — Vol.35. — № 6. — P.635−641.
  148. Vit, J.P. Satellite glial cells in the trigeminal ganglion as a determinant of orofacial neuropathic pain / J.P. Vit, L. Jasmin, A. Bhargava, P. T. Ohara // Neuron Glia Biol. 2006. — Vol. 2. — № 4. — P. 247−257.
  149. Wang, S. A new nerve guide conduit material composed of a biodegradable poly (phosphoester) / A.C. Wan, X. Xu, S. Gao, H.Q. Mao, K.W. Leong, H. Yu // Biomaterials. 2001. -Vol. 22.-P. 1157−1169.
  150. Wang, X. P2X7 receptor inhibition improves recovery after spinal cord injury / X. Wang, G. Arcuino, T. Takano, J. Lin, W.G. Peng // Nat Med. 2004. -Vol.10.-№ 8.-P.821−827.
  151. Wang, H. Stem cell and repair of injury in central nervous system / Wang X., Zheng R. // Sheng Wu Yi Xue Gong Cheng Xue Za Zhi. 2006. — Vol.23. -P.1359−1362.
  152. Wang, Z. Blockade of hexokinase activity and binding to mitochondria inhibits neurite outgrowth in cultured adult rat sensory neurons / Z. Wang, N.J. Gardiner, P. Femyhough //Neurosci Lett. 2008. — Vol.34. — № 1. — P.6−11.
  153. Wetmore, C. Neuronal and nonneuronal expression of neurotrophins and their receptors in sensory and sympathetic ganglia suggest new intercellular trophic interactions / C. Wetmore, L. Olson // J. Сотр. Neurol. 1995. — Vol. 27. — P. 143−159.
  154. Whitworth I.H., et al. Nerve growth factor enhances nerve regeneration through fibronectin grafts / P. Anand, C.J. Green, G. Terenghi, R.A. Brown, C.J.Dore // Hand Surg. Br. 1996.-Vol. 21.-P. 514−522.
  155. Xian, С. Neuronal-glial differential expression of TGF-alpha and its receptor in the dorsal root ganglia in response to sciatic nerve lesion / C. Xian, X. Zhou // Exp. Neurol. 1999. — Vol.157. -P.317−326.
  156. Xu, X.Y. Expression of Bax, Bcl-2 and caspase-3 in spared dorsal root ganglion after partial dorsal root rhizotomy / X.Y. Xu, X. Zhou, Т.Н. Wang, L.S. Zhang, X.J. Zhao // Sichuan Da Xue Xue Bao Yi Xue Ban. 2005. — Vol 36. — № 2. -P.180−183.
  157. Yoshii, S. Peripheral nerve regeneration along collagen filaments / S. Yoshii, M. Oka//Brain Res.-2001.-Vol. 888.-P. 158−162.
  158. Zhang, X.F. Functional expression of P2X7 receptors in non-neuronal cells of rat dorsal root ganglia. / X.F. Zhang, P. Han, C.R. Faltynek // Brain Res. 2005. -Vol.1052.-№l.-P.63−70.
  159. Zhang, X. Neuronal somatic ATP release triggers neuron-satellite glial cell communication in dorsal root ganglia / X. Zhang, Y. Chen, C. Wang, L.Y. // Proc Natl Acad Sci USA.- 2007. Vol.104. — № 23. — P.9864−9869.
  160. Zhou, X. Injured primary sensory neurons switch phenotype for brain-derived neurotrophic factor in the rat / X. Zhou., E. Chie., Y. Deng., J. Zhong et al. //
  161. Neuroscience. 1999. — Vol.92. -1
Заполнить форму текущей работой

Сдать сессию!